Decellularized Human Maxillary Sinus Schneiderian Membrane as a Potential Scaffold for Tissue Engineering

Document Type : original article

Authors

1 Assistant Professor of Oral & Maxillofacial Pathology, Dental Research Center, School of Dentistry, Mashhad University of Medical Sciences, Mashhad, Iran

2 Professor, Dept of Biology, Stem cell Research Group, Institute of Biotechnology, School of Science, Ferdowsi University of Mashhad, Mashhad, Iran

3 Master of Sciences Degree, Cellular and Developmental Biology

Abstract

Introduction: Biological matrix has received special attention in recent medical and biological researches. Cells of tissue are supported by extracellular matrix (ECM). Extracellular matrix is used as a scaffold for morphogenesis, proliferation, migration, and differentiation in tissue engineering. Extracellular matrix of natural tissues can be used as a scaffold for reconstructing biological tissues in tissue engineering. Human maxillary sinus membrane consists of cells and ECM which contain collagen, elastin, and proteoglycans. Collagen can be used as a natural scaffold via high level of biocompatibility.
Materials & Methods: In this study, Human maxillary sinus membrane were decellularized by two techniques , physical method (liquid nitrogen) and chemical procedures via increment concentration of sodium dodecyl sulfate (SDS) in three groups. The samples were fixed with Bouin's fixator, and then were stained with Hematoxylin & Eosin. decellularised Human maxillary sinus membrane was evaluated with scanning electrone microscope.
Results: Histological evaluation of decellularized scaffolds revealed that cells of the schneiderian membrane tissues were completely removed via concentration of 1% of SDS. Scanning Electrone Microscope (SEM) (Leo-VP1450, Germany)of the scaffolds indicated that collagen fibers of connective tissue remained intact. In 0.5 and 0.1% concentrations of SDS, few cells were observed at peripheral of ECM, so decellularization process was not complete.
Conclusion: According to the results, scaffolds prepared from Human Maxillary Sinus Membrane could be used as a suitable scaffold for In vitro investigation and reconstruction and tissue engineering.

Keywords

Full Text

مقدمه

جدار سینوس ماگزیلا از مخاط تنفسی ,با سلول‏های مترشحه موکوس مژک‏دار استوانه‏ای و یک لایه پریوست پوشیده شده است. ابعاد سینوس در افراد بالغ، 34 میلی‏متر در جهت قدامی، حدود 33 میلی‏متر در بعد طولی و 23 میلی‏متر در جهت عرضی است. حجم کلی فضای سینوس حدود 15 الی 20 میلی لیتر می‏باشد. مژک‏های سلول‏های پوششی سینوس ماگزیلری، حرکتی در حدود 1000 ضربه در دقیقه نشان می‏دهند که این تحرک باعث رانده شدن مایع به سمت استئوم می‏گردد. غشای اشنایدرین مفروش‏کننده سینوس ماگزیلاری می‏باشد. بافت همبندی آن حاوی سلول‏های مزانشیمی پیش‏ساز با توانایی تولید استخوان و رشته‏های کلاژن می‏باشد. اپیتلیوم پوشاننده غشای سینوس تمام خصوصیات اپیتلیوم تنفسی را دارا است. باکتری‏ها و سایر پارتیکل‏ها توسط حرکات مژه‏های این اپیتلیوم از سینوس خارج می‏شوند.(1) بعد از تولد سینوس ماگزیلا با فشار هوا در قسمت آلوئولر توسعه می‏یابد و متقارن با درجه رشد ماگزیلا و رویش دندان‏ها به سمت قدامی تحتانی قائده جمجمه توسعه می‏یابد. با رویش دندان‏ها قسمتی از استخوان آلوئول به تحلیل و توسعه ادامه داده تا کف سینوس در سطح کف حفره بینی قرار گیرد. توسعه سینوس ماگزیلا به طور عادی بعد از رویش دندان‏های دائمی متوقف می‏گردد. لکن بعد از کشیدن دندان‏های مولر بالا توسعه سینوس ادامه خواهد یافت تا این که فضای آلوئولر را اشغال نماید. سینوس ماگزیلر گاهی تا لبه ستیغ آلوئول بی دندان ادامه می‏یابد. غشا سینوس در دندانپزشکی و جراحی کارگذاری ایمپلنت در نواحی خلفی ماگزیلای آتروفیک اهمیت دارد. با از دست رفتن دندان‏ها در خلف فک بالا پدیده پنوماتیزاسیون پیش می‏آید یعنی سینوس ماگزیلاری به داخل زوائد آلوئول گسترش می‏یابد و اصطلاحاً کف سینوس ماگزیلاری پایین می‏آید. در این حالت استخوان در دسترس بین لبه کرست کف سینوس ماگزیلاری کاهش پیدا می‏کند و جهت کارگذاری ایمپلنت دندانی با طول مناسب نیاز به جراحی سینوس لیفت خواهد بود. اصول این جراحی شامل ایجاد پنجره استخوانی در دیواره طرفی سینوس ماگزیلاری، بلند کردن با احتیاط غشای سینوس از درون زوائد آلوئولر و بالا نگه داشتن این غشای بلند شده با استفاده از بیومتریال استخوان اتولوگ یا سنتتیک و ایمپلنت دندانی می‏باشد. آگاهی از جزئیات ساختار غشای سینوس خصوصاً داربست این بافت، در فهم بیشتر این عمل و ابداع روش‏های نوین در این جراحی کمک خواهد کرد. اصول مهندسی بافت از رژنراسیون و ترمیم طبیعی بافت‏ها گرفته شده است. بنابر این هر دو به سه عنصر اصلی احتیاج دارند: سلول، سیگنال و داربست که این مفهوم اغلب به صورت مثلث نشان داده می‏شود.

توانایی غشاء مخاطی مفروش‏کننده سینوس ماگزیلاری در تولید استخوان در محیط آزمایشگاه توسط مطالعات مختلفی بررسی شده است.(4-2) البته مطالعات در این زمینه کافی نمی‏باشد و تحقیقات هیستولوژیک بیشتری نیاز است. این غشاء دارای سلول‏های چند توان مزانشیمی می‏باشد. این توانایی اساسی روش سینوس لیفت باز بدون استفاده از مواد پیوندی اتوژن یا مواد سنتتیک می‏باشد.(9-5) در این روش بالا بردن غشاء کف سینوس ماگزیلاری و بالا نگهداشتن این غشاء با استفاده از ایمپلنت‏هایی دندانی بدون استفاده از استخوان فرد یا مواد جایگزین استخوان منجر به استخوان‏سازی اطراف ایمپلنت خواهد شد. در این مطالعه به بررسی داربست غشاء اشنایدرین در محیط آزمایشگاه پرداخته شد، که تاکنون در این زمینه در نمای هیستوپاتولوژیک مطالعه‏ای صورت نگرفته است.

در بافت‏های زنده سلول‏ها به تنهایی به یکدیگر متصل نشده‏اند، بلکه توسط یک ساختار دیگر به نام ماتریکس خارج سلولی حمایت می‏شوند. ماتریکس خارج سلولی در بافت‏ها و ارگان‏ها به عنوان یک واسط و میانجی بین سلول‏ها عمل می‏کند. از جمله نقش‏هایی که ماتریکس خارج سلولی در بافت غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا بازی می‏کند عبارتند از: ایجاد انبساط مکانیکی، نیروی انقباضی و خاصیت ارتجاعی، کنترل رفتارهای سلولی از طریق اتصال فاکتورهای رشد. روشی که امروزه بیشتر در مهندسی بافت متداول است کشت سلول‏ها روی یک داربست سه بعدی در شرایط آزمایشگاهی است. به طور کلی داربست‏های به کاربرده شده در مهندسی بافت باید در شرایط فیزیولوژیکی بتوانند شبکه‏ای چندمنظوره همانند ماده زمینه برون سلولی ایجاد نمایند. در سال‏های اخیر استفاده از ماتریکس خارج سلولی به عنوان یک داربست بیولوژیکی برای کاربردهای مهندسی بافت گسترش پیدا کرده است.(10) اینگونه داربست‏ها می‏توانند محیطی مشابه با ماده زمینه برون سلولی برای سلول‏ها فراهم کنند و به دلیل پاسخ‏های مناسب ایمنولوژیک، خواص آنتی‏ژنیک ملایم، توانایی بهبود چسبندگی سلولی و خاصیت هموستازی بسیار مورد توجه می‏باشند.

سلول‏زدایی بافت و ارگان به طور موفقیت‏آمیزی در انواع مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی استفاده شده است. متدها و روش‏های سلول‏زدایی به علت وجود تنوع زیادی که در بافت‏ها و ارگان‏ها وجود دارد، بسیار متفاوت است. راندمان و کارایی برداشت سلول از یک بافت به خاستگاه و منشاء بافت و خصوصیات فیزیکی و شیمیایی و متدهای انزیماتیک به کار رفته بستگی دارد. هر کدام از این روش‏ها ترکیبات بیوشیمیایی، ساختارهای بافتی و رفتار مکانیکی ماتریکس خارج سلولی باقیمانده را تحت تاثیر قرار داده و ممکن است سبب تغییر آن شوند. داربست‏های مورد استفاده در مهندسی بافت باید دارای درصد تخلخل بالایی باشند تا یک شبکه منفذدار مرتبط به هم به منظور عمل تغذیه رسانی سلول، دفع ضایعات سلولی به خارج داربست، تشکیل ماده زمینه برون سلولی و رگ‏زایی فراهم گردد. روش‏های سلول‏زدایی معمول مورد استفاده در تهیه داربست‏ها عبارتند از: روش‏های فیزیکی مانند استفاده از انجماد، فشار مکانیکی و تحریک مکانیکی، روش‏های شیمیایی مانند استفاده از تریتون و سدیم دودسیل سولفات و روش‏های آنزیمی از قبیل اندونوکلئاز‏ها، اگزونوکلئاز‏ها.(11) در این تحقیق تلاش گردید که از روش‏های عمومی سلول‏زدایی که برای بیشتر بافت‏ها استفاده می‏شود الگو گرفته و بافت غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا را با استفاده از روش‏های مختلف فیزیکی و شیمیایی سلول‏زدایی نمائیم.

از آنجا که مطالعه در مورد ساختار حمایت‏کننده غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا، غشاء پوشاننده سطح داخلی سینوس ماگزیلا، کم است، در این مطالعه به بررسی داربست سلول‏زدایی شده این غشای با استفاده از میکروسکوپ الکترونی پرداخته شد.

مواد و روش‏ها

15 عدد نمونه غشای سینوس متعلق به مردان 30-20 ساله‌، فاقد بیماری‌های سیستمیک و غیرسیگاری انتخاب شدند. نمونه‏ها حین جراحی اوستئومی لفورت I (راست فکی) از مازاد غشای اشنایدرین با ملاحظات آسپتیک و با رعایت اصول اخلاقی نمونه‏ها به دست آمدند و در محلول PBS[1] به آزمایشگاه منتقل شدند.

برای حذف سلول‏ها از بافت غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا از تیمارهای فیزیکی و شیمیایی استفاده شد. در روش فیزیکی سلول‏زدایی، در ابتدا نمونه‏ها به مدت 4-3 روز در فریزر 20– قرار داده شدند، سپس با استفاده از روش انجماد سریع توسط ازت مایع درصد بیشتری از سلول‏ها حذف گردید. در این روش ابتدا نمونه‏های تهیه شده در درون کرایوتیوب‏های ml2 قرارگرفته و به مدت 2 دقیقه در ازت مایع قرار داده شدند، بعد از این مدت نمونه‏ها از ازت خارج و به مدت 5 دقیقه در محلول سرم فیزیولوژی قرار گرفتند و سپس دوباره نمونه‏ها به ازت مایع منتقل شدند که این روند حدود 7-5 مرتبه تکرار شد. سپس به سه گروه تقسیم شده و 24 ساعت در شوینده سدیم دو دسیل سولفات (CinnaGen, Iran) با غلظت‏های 1/0، 5/0، 1% قرار داده شدند. در طی این مدت به آرامی هم زده شدند. بعد از آن چندین مرحله شستشو با آب مقطر داده شد. به منظور مطالعات بافتی، از محلول بوئن جهت فیکس کردن نمونه‏ها استفاده شد. بعد از انجام مراحل آبگیری، پارافین دهی و قالب‏گیری، مقاطع پارافینی از بافت‏های سلول‏زدایی شده در هر گروه تهیه و به منظور بررسی موفقیت سلول‏زدایی، از رنگ‏آمیزی هماتوکسیلین - ائوزین و رنگ فلورسنت DAPI[2] استفاده شد. رنگ فلورسنت DAPI می‏تواند با رشته‏های DNA متصل شده و بنابراین مارکر مناسبی برای نشان دادن هسته سلول‏ها می‏باشد. رنگ‏آمیزی پیکروسیروس رد نیز به عنوان یک رنگ اختصاصی برای تعیین محتوی کلاژن در بافت مورد استفاده قرار گرفت که نتیجه آن ایجاد کلاژن قرمز رنگ در زمینه کم رنگ و هسته سیاه یا قهوه‏ای است. به منظور تهیه تصاویر میکروسکوپ الکترونی نگاره SEM (Scanning Electron Microscope) نمونه‏ها با گلوترآلدئید و اسمیم تتراکساید ثابت و با درجات صعودی اتانل آبگیری شدند. پس از خشک شدن، نمونه‏ها روی گرید قرار گرفتند و با پوشش طلا-پالادیوم پوشانده شدند. نمونه‏ها با میکروسکوپ الکترونی نگاره (Leo-VP1450, Germany) مشاهده و تصویر برداری گردیدند.

 

یافته‏ها

در این تحقیق جهت آماده‏سازی داربست از غشای سینوس انسان (تصویر 1) بافت‏های غشای سینوس بوسیله روش‏های فیزیکی و شیمیایی سلول‏زدایی شدند. در تصویر 2، نمای هیستوپاتولوژی بافت غشای سینوس ماگزیلا مشاهده می‏شود. طبق مطالعات بافت شناسی، در غلظت 1 درصد SDS سلول‏زدایی از بافت غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا به طور کامل صورت گرفته است. اما در غلظت‏های 5/0 و 1/0 درصد، در حاشیه‏های ماتریکس میزان کمی از حضور سلول‏ها مشاهده می‏شود (تصاویر 3 A,C,E). در همین راستا و جهت بررسی حضور و حفظ رشته‏های کلاژن از رنگ‏آمیزی پیکروسیروس رد نیز استفاده گردید. طبق نتایج به دست آمده  در تمام  گروه‏ها رشته‏های  کلاژن به  میزان زیادی

نسبت به نمونه کنترل حفظ گردیده بود (تصاویر
3 B,D,F). اما درهم‏آمیختگی رشته‏های کلاژن و در نتیجه تخلخل ماتریکس خارج سلولی در گروه سلول‏زدایی شده با غلظت یک درصد سدیم دودسیل سولفات بیشتر از سایر گروه‏های مطالعه شده در این بررسی بود. از آنجا که تخلل در مهندسی بافت جهت نفوذ سلول‏ها به داربست دارای اهمیت می‏باشد، غلظت یک درصد برای سلول‏زدایی در مهندسی بافت مناسب‏تر می‏باشد. حذف سلول‏ها، حفظ رشته‏های کلاژن و منافذ ایجاد شده در غشای سینوس با استفاده از میکروسکوپ الکترونی در تصویر 4 نشان داده شده است. بنابراین نتایج به دست آمده از مطالعات بافتی کارایی روش به کار برده شده را در حذف سلول‏ها، حفظ رشته‏های کلاژن و وجود تخلخل در نتیجه تهیه داربست مناسب را تایید نمود.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

A

 

B

 

تصویر 1 : تصویر ماکروسکوپی از غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا. A) قبل از فرایند سلول‏زدایی B) پس از فرایند سلول‏زدایی.

 

 

تصویر 2 : بافت غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا (رنگ‏آمیزی H&E- درشت نمایی X200).

 

 

 

C

 

B

 

A

 

F

 

E

 

D

 

تصویر 3 : بررسی اثر سلول‏زدایی برحذف سلول‏ها و میزان کلاژن بافت غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا.

A,C,E) سلول‏زدایی به ترتیب با غلظت‏های 1/0، 5/0 و 1 درصد SDS (رنگ‏آمیزی H&E- درشت نمایی X100).

B,D,F) سلول‏زدایی به ترتیب با غلظت‏های 1/0، 5/0 و 1 درصد SDS(رنگ‏آمیزی پیکروسیروس رد - درشت نمایی X100).

 

   

تصویر 4 : بررسی غشاء اشنایدریان سینوس ماگزیلا قبل (A) و بعد (B) از مراحل سلول‏زدایی با غلظت یک درصد سدیم دودسیل سولفات با استفاده از میکروسکوپ الکترونی.

 

 

 

 

بحث

سلول‏زدایی بافت به طور موفقیت‏آمیزی در مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی مورد استفاده قرار می‏گیرد. روش‏های سلول‏زدایی به دلیل تنوع زیاد بافت‏ها بسیار متفاوت است. روش‏های سلول‏زدایی معمول مورد استفاده در تهیه داربست‏ها عبارتند از: روش‏های فیزیکی، روش‏های شیمیایی و روش‏های آنزیمی.

سلول‏ها دارای محتوی چربی بالایی در غشاء خود هستند، بنابراین مواد شوینده‏ای (دترجنت) که سبب لیز این اجزاء سلولی شوند، می‏توانند باعث سلول‏زدایی بافت‏ها شوند. تحقیقات در بیش از 15 سال گذشته، روی روش‏های سلول‏زدایی بهینه متمرکز شده‏اند. که به طور کلی شامل استفاده از پاک کننده‏های آنیونی، یونی و یا هیپوتونیک (به عنوان مثال سدیم دودسیل سولفات، تریتون X-100)، آنزیم‏ها (مانند تریپسین) و نوکلئاز‏ها (مانند DNase و RNase) با غلظت‏ها و زمان‏های متفاوت بوده است.

روش‏های آماده‏سازی داربست از ماتریکس خارج سلولی بافت‏ها، مورفولوژی سطح و ویژگی‏های مکانیکی داربست را تا اندازه‏ای تحت تأثیر قرار می‌دهد. در حالی که در فرایند سلول‏زدایی تا حد زیادی فراساختار ماتریکس حفظ می‏شود، اما الگوهای قرارگیری رشته‏های کلاژن، توزیع فیبرها و گلیکوزآمینوگلیکان‏ها می‏تواند تغییر کند. که این نتایج، تغییر در عملکرد بیومکانیکی ماتریکس، می‏تواند با بکارگیری روش‏های مختلف جهت سلول‏زدایی، حتی سخت‏تر و شدید‏تر شود. مطالعات مختلف نشان داده است که کارآیی و راندمان یک روش سلول‏زدایی خاص تا حد زیادی وابسته به خصوصیات بافت مورد نظرآن بافت می‏باشد. بنابراین با توجه به این نتایج، ایجاد تعادل در از بین بردن کامل سلول‏ها (هر گونه بقایای سلولی باعث پاسخ سیستم ایمنی می‏شود) و در مقابل حفظ بیومکانیک بافت دشوار می‏باشد. در بسیاری از مطالعات از سدیم دودسیل سولفات و یا تریتون برای سلول‏زدایی بافت‏ها استفاده شده است و نتایج متناقضی در رابطه با کارایی آنها در سلول‏زدایی و میزان آسیب به بافت گزارش شده است.(13-11) در این پژوهش از روش‏های فیزیکی شامل انجماد آهسته، انجماد سریع در ازت مایع و از روش‏های شیمیایی شامل شوینده یونی سدیم دودسیل سولفات جهت سلول‏زدایی استفاده شد. مشخص شده است که انجماد سریع با تشکیل کریستال‏های یخی موجب تخریب غشاء سلول می‏گردد و به فرایند سلول‏زدایی کمک می‏کند، اما با تخریب ماتریکس خارج سلولی و گسستگی آن موجب تغییر ساختمان بافت می‌گردد، با این حال نسبت به انجماد آهسته آسیب کمتری به بافت وارد می‏کند. سدیم دودسیل سولفات از شوینده‏های آنیونی عمومی می‏باشد که در سرتاسر جهان استفاده می‏گردد و سمیت این ماده شیمیایی مشخص شده است. سدیم دودسیل سولفات موجب آسیب به غشاها و تغییر در متابولیسم کربن می‏شود و پاسخ استرس اکسیداتیو را القاء می‏کند و با انحلال غشاء، دناتوره نمودن پروتئین‏ها و حذف پروتئین‏های سیتوپلاسمی و هسته‏ای، موجب سلول‏زدایی بافت و کاهش پاسخ ایمنوژنیک پس از پیوند داربست می‏گردد. مطالعه Seddon و همکارانش(14) نشان داده است که پاک‏کننده‏های یونی از طریق اختلال در فعل و انفعالات پروتئین-پروتئین سبب تغییر ماهیت پروتئین‏ها می‏شوند. در مقابل Schaner و همکارانش(15) به این نتیجه رسیدند که سدیم دودسیل سولفات در میان چندین دترجنت مورد مطالعه، یک گزینه مناسب برای مهندسی بافت عروق می‏باشد و توسط آن سلول‏زدایی از بافت عروق و استخراج سلول‏ها بدون ایجاد تغییر قابل توجه در مورفولوژی و مقاومت ماتریکس خارج سلولی بافت حاصل می‏گردد. بررسی آنها با میکروسکوپ الکترونی نشان داد که SDS در غلظت 075/0 سلول‏زدایی را به طور کامل باعث شده و از لحاظ ترکیبات ماتریکس خارج سلولی، فیبرهای کلاژن دست نخورده و فیبرهای الاستین به میزان کمی کاهش می‏یابد.همچنین مطالعات Lumpkins و همکارانش(16) نشان داد که سدیم دودسیل سولفات در مقایسه با تریتون X-100 و استن یک گزینه مناسب جهت سلول‏زدایی از بافت دیسک مفصل گیجگاهی است. مطالعات آنها نشان داد که در اندازه دیسک‏ها بعد از فرایند سلول‏زدایی با غلظت یک درصد سدیم دودسیل سولفات نسبت به قبل از آن تغییری ایجاد نمی‏شود.

Yang و همکارانش(17) بافت غضروف انسانی را با استفاده از بافر هیپوتونیک، تریتون X-100 و یک محلول نوکلئاز سلول‏زدایی کردند. آنها توانستند یک داربست سه بعدی، متخلخل و بدون سلول مشتق از ماتریکس خارج سلولی غضروف ایجاد کنند. مطالعات آنها نشان داد که داربست ایجاد شده می‏تواند محیط سه بعدی مناسبی را برای چسبندگی، تکثیر و تمایز سلول‏های بنیادی مزانشیمی به کندروسیت فراهم کند و به عنوان یک بیومتریال جهت مهندسی بافت غضروف کاربرد داشته باشد.

کلاژن، به عنوان یک داربست دارای سازش‏پذیری زیستی بالایی است که امکان جایگزینی آسان سلول‏ها و فاکتورهای رشد را فراهم می‏کند. مطالعات نشان داده است که رشته‏های کلاژن دارای اثرات القایی روی سلول‏ها می‏باشند و تراکم آن‏ها بر رفتارهای سلولی موثر است، بنابراین حفظ آنها در داربست حائز اهمیت می‏باشد. اما بر اساس مطالعات میکروسکوپ الکترونی نگاره، بافت لثه پس از مراحل آماده‌سازی ساختمان کلی خود را حفظ نمود. رشته‌های کلاژن موجود در بافت همبند نیز سالم مانده بودند. این رشته‏ها بخش اصلی داربست را تشکیل می‏دهند و از آنجا که تراکم کلاژن بر رفتارهای سلولی مؤثر می‏باشد، از این رو ساختار داربست‏های تهیه شده با رنگ‏آمیزی اختصاصی از قبیل پیکروسیروس رد و میکروسکوپ الکترونی مورد مطالعه قرار گرفتند. داربست‏های مورد استفاده در مهندسی بافت باید دارای درصد تخلخل بالایی باشند تا یک شبکه منفذدار مرتبط به هم به منظور عمل تغذیه رسانی سلول، تشکیل ماده زمینه برون‏سلولی و رگ‏زایی فراهم نمایند. حفظ رشته‏های کلاژن و وجود تخلل در داربست سلول‏زدایی شده غشای سینوس، محیط مناسبی برای جایگزینی سلول‏های بنیادی فراهم می‏نماید و در نهایت ساختار سه بعدی این غشا می‏تواند به عنوان الگوی طبیعی جهت ساخت داربست‏های پلیمری پیشنهاد شود.

مطالعات دیگری لازم است تا با استفاده از داربست ایجاد شده در این تحقیق محیط مناسبی برای تمایز سلول‏های بنیادی به سلول‏های استخوانی و تولید بافت استخوانی فراهم شود.

نتیجه گیری

با توجه به نتایج حاصل از این تحقیق، داربست به دست آمده از غشای سینوس انسان می‏تواند بستر مناسبی در مهندسی بافت جهت جراحی‏های سینوس لیفت قبل از کاربرد ایمپلنت‏های دندانی باشد.

تشکر و قدردانی

بدینوسیله از معاونت پژوهشی دانشگاه علوم پزشکی مشهد به عنوان حمایت‏کننده مالی این پژوهش تقدیر و تشکر می‏شود.


[1]. Phosphate-buffered saline

[2]. 4'-6-Diamidino-2-phenylindole

References

  1. Graziano A, Benedetti L, Massei G, Cusella de Angelis MG, Ferrarotti F, Aimetti M. Bone production by human maxillary sinus mucosa cells. J Cell Physiol 2012; 227(9): 3278-81.
  2. Srouji S, Ben-David D, Lotan R, Riminucci M, Livne E, Bianco P. The innate osteogenic potential of the maxillary sinus (Schneiderian) membrane: An ectopic tissue transplant model simulating sinus lifting. Int J Oral Maxillofac Surg 2010; 39(8): 793-801.
  3. Srouji S, Kizhner T, Ben David D, Riminucci M, Bianco P, Livne E.The Schneiderian membrane contains osteoprogenitor cells: In vivo and in vitro study. Calcif Tissue Int 2009; 84(2): 138-45.
  4. Kim SW, Lee IK, Yun KI, Kim CH, Park JU. Adult stem cells derived from human maxillary sinus membrane and their osteogenic differentiation. Int J Oral Maxillofac Implants 2009; 24(6): 991-8.
  5. Chen TW, Chang HS, Leung KW, Lai YL, Kao SY. Implant placement immediately after the lateral approach of the trap door window procedure to create a maxillary sinus lift without bone grafting: A 2-year retrospective evaluation of 47 implants in 33 patients. J Oral Maxillofac Surg 2007; 65(11): 2324-8.
  6. Price AM, Nunn M, Oppenheim FG, Van Dyke TE. Denovo bone formation after the sinus lift procedure. J Periodontol 2011; 82(9): 1245-55.
  7. Sohn DS, Lee JS, Ahn MR, Shin HI. New bone formation in the maxillary sinus without bone grafts. Implant Dent 2008; 17(3): 321-31.
  8. Thor A, Sennerby L, Hirsch JM, Rasmusson L. Bone formation at the maxillary sinus floor following simultaneous elevation of the mucosal lining and implant installation without graft material: An evaluation of 20 patients treated with 44 Astra Tech implants. J Oral Maxillofac Surg 2008; 66(10): 2195-6.
  9. Lundgren S, Andersson S, Gualini F, Sennerby L. Bone reformation with sinus membrane elevation: A new surgical technique for maxillary sinus floor augmentation. Clin Implant Dent Relat Res 2004; 6(3): 165-73.
  10. Badylak SF. Xenogeneic extracellular matrix as a scaffold for tissue reconstruction. Transpl Immunol 2004; 12(3-4): 367-77.
  11. Gilbert TW, Sellaro TL, Badylak SF. Decellularization of tissues and organs. Biomaterials 2006; 27(19):
    3675-83.
  12. Butcher JT, Mahler GJ, Hockaday LA. Aortic valve disease and treatment: The need for naturally engineered solutions. Adv Drug Deliv Rev 2011; 63(4-5): 242-68.
  13. Naso F, Gandaglia A, Formato M, Cigliano A, Lepedda AJ, Gerosa G, et al. Differential distribution of structural components and hydration in aortic and pulmonary heart valve conduits: Impact of detergent-based cell removal. Acta Biomater 2010; 6(12): 4675-88.
  14. Seddon AM, Curnow P, Booth PJ. Membrane proteins, lipids and detergents: Not just a soap opera. Biochim Biophys Acta 2004; 1666 (1-2): 105-17.
  15. Schaner PJ, Martin ND, Tulenko TN, Shapiro IM, Tarola NA, Leichter RF, et al. Decellularized vein as a potential scaffold for vascular tissue engineering. J Vasc Surg 2004; 40(1): 146-53.
  16. Lumpkins SB, Pierre N, McFetridge PS. A mechanical evaluation of three decellularization methods in the design of a xenogeneic scaffold for tissue engineering the temporomandibular joint disc. Acta Biomater 2008; 4(4): 808-16.
  17. Yang Q, Peng J, Guo Q, Huang J, Zhang L, Yao J, et al. A cartilage ECM-derived 3-D porous acellular matrix scaffold for in vivo cartilage tissue engineering with PKH26-labeled chondrogenic bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Biomaterials 2008; 29(15): 2378-87.
Journal of Mashhad Dental School
Volume 37, Issue 1 - Serial Number 84
Spring 2013
April 2013
Pages 37-46

Files

History

  • Receive Date: 12 March 2013
  • Accept Date: 12 March 2013

Share

How to cite

Statistics